Выращивание и характеризация тканеинженерной конструкции из гладкомышечных клеток коронарной артерии сердца человека

Цель. Оптимизировать биоинженерную платформу I-Wire для выращивания тканеинженерных конструкций (ТК) из гладкомышечных клеток (ГМК) артериальных сосудов и охарактеризовать  механоэластические свойства полученных ТК.

Материалы и методы. Клеточную смесь на основе фибрина засевали в канал матрицы из полидиметилоксана  с вставками из титановой проволоки на противоположных концах канала для  горизонтальной поддержки конструкции. Размеры канала: глубина 3 мм, ширина 2 мм и длина 12 мм. Для измерения деформации ТК использовали гибкий зонд диаметром 365 мкм и длиной 42 мм. Отклонение кончика зонда при различной силе растяжения, приложенной к ТК, регистрировали с помощью системы оптической регистрации на основе инвертированного микроскопа. Модуль упругости вычисляли на основе диаграмм растяжения ТК. Были оценены механоэластические свойства конструкций в контроле и под действием изопротеренола (Изо), ацетилхолина (Ацх), блеббистатина (Бб) и цитохалазина Д (Цито-Д). Для структурной характеризации конструкций использовали метод иммуногистохимического окрашивания конструкций на α-актин гладких мышц, десмин и ядра клеток.

Результаты. Формирование конструкций происходило на 5–6-й день инкубации. Последующие измерения в течение 7 дней не выявили значительных изменений эластичности. Значения величины модуля упругости конструкций составили 7,4 ± 1,5 кПа в первый день после их формирования, 7,9 ± 1,4 кПа – на 3-й и 7,8 ± 1,9 кПа – на 7-й день культивирования. Изменения механоэластических свойств ТК в ответ на  последовательное применение Бб и Цито-Д имели двухфазный характер, что демонстрирует возможность выделения активного и пассивного элементов эластичности гладкомышечных конструкций. Добавление 1 мкМ Изо приводило к увеличению значения величины модуля упругости с 7,9 ± 1,5 кПа до 10,2 ± 2,1 кПа (p < 0,05, n = 6). Добавление Ацх не вызывало значимого изменения эластичности.

Заключение. Представленная система позволяет количественно оценивать механоэластические свойства ТК в ответ на фармакологическое воздействие и может быть полезна в моделировании патологических изменений в ГМК сосудов.

1. Iyemere V.P., Proudfoot D., Weissberg P.L., Weissberg P.L., Shanahan C.M. Vascular smooth muscle cell phenotypic plasticity and the regulation of vascular calcification. J. Intern. Med. 2006; 260 (3): 192–210. DOI: 10.1111/j.1365-2796.2006.01692.x.

2. Bennett M.R., Sinha S., Owens G.K. Vascular smooth muscle cells in atherosclerosis. Circ. Res. 2016; 118 (4): 692–702. DOI: 10.1161/CIRCRESAHA.115.306361.

3. Ailawadi G., Moehle C.W., Pei H., Walton S.P., Yang Z., Kron I.L., Lau C.L., Owens G.K. Smooth muscle phenotypic modulation is an early event in aortic aneurysms. J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 2009; 138 (6): 1392–1399. DOI: 10.1016/j.jtcvs.2009.07.075.

4. Touyz R.M., Alves-Lopes R., Rios F.J., Camargo L.L., Anagnostopoulou A., Arner A., Montezano A.C. Vascular smooth muscle contraction in hypertension. Cardiovasc. Res. 2018; 114 (4): 529–539. DOI: 10.1093/cvr/cvy023.

5. Gwyther T.A., Hu J.Z., Billiar K.L., Rolle M.W. Directed cellular self-assembly to fabricate cell-derived tissue rings for biomechanical analysis and tissue engineering. J. Vis. Exp. 2011; 57: e3366. DOI: 10.3791/3366.

6. Dash B.C., Levi K., Schwan J., Luo J., Bartulos O., Wu H., Qiu C., Yi T., Ren Y., Campbell S., Rolle M.W., Qyang Y. Tissue-engineered vascular rings from human iPSC-derived smooth muscle cells. Stem Cell Reports. 2016; 7 (1): 19–28. DOI: 10.1016/j.stemcr.2016.05.004.

7. West A.R., Zaman N., Cole D.J., Walker M.J., Legant W.R., Boudou T., Chen C.S., Favreau J.T., Gaudette G.R., Cowley E.A., Maksym G.N. Development and characterization of a 3D multicell microtissue culture model of airway smooth muscle. Am. J. Physiol. Lung. Cell Mol. Physiol. 2013; 304 (1): L4–16. DOI: 10.1152/ajplung.00168.2012.

8. Vunjak Novakovic G., Eschenhagen T., Mummery C. Myocardial tissue engineering: in vitro models. Cold Spring Harb Perspect Med. 2014; 4 (3): pii: a014076. DOI: 10.1101/cshperspect.a014076.

9. Sidorov V.Y., Samson P.C., Sidorova T.N., Davidson J.M., Lim C.C., Wikswo J.P. I-Wire Heart-on-a-Chip I: Three-dimensional cardiac tissue constructs for physiology and pharmacology. Acta Biomater. 2017; 48: 68–78. DOI: 10.1016/j.actbio.2016.11.009.

10. Schroer A.K., Shotwell M.S., Sidorov V.Y., Wikswo J.P., Merryman W.D. I-Wire Heart-on-a-Chip II: Biomechanical analysis of contractile, three-dimensional cardiomyocyte tissue constructs. Acta Biomater. 2017; 48: 79–87. DOI: 10.1016/j.actbio.2016.11.010.

11. Ahmann K.A., Weinbaum J.S., Johnson S.L., Tranquillo R.T. Fibrin degradation enhances vascular smooth muscle cell proliferation and matrix deposition in fibrin-based tissue constructs fabricated in vitro. Tissue Eng. Part A. 2010; 16 (10): 3261–3270. DOI: 10.1089/ten.tea.2009.0708.

12. Kovacs M., Toth J., Hetenyi C., Malnasi-Csizmadia A., Sellers J.R. Mechanism of blebbistatin inhibition of myosin II. J. Biol. Chem. 2004; 279 (34): 35557–35563. DOI: 10.1074/jbc.M405319200.

13. Wakatsuki T., Schwab B., Thompson N.C., Elson E.L. Effects of cytochalasin D and latrunculin B on mechanical properties of cells. J. Cell Sci. 2001; 114 (Pt 5): 1025–1036. PMID: 11181185.

14. Warren M.L. Forces. In: Taylor E.F. (edit.) Introductory Physics. San Francisco: W.H. Freeman and Company, 1979: 82–83.

15. Gunst S.J., Zhang W. Actin cytoskeletal dynamics in smooth muscle: a new paradigm for the regulation of smooth muscle contraction. Am. J. Physiol. Cell Physiol. 2008; 295 (3): C576–587. DOI: 10.1152/ajpcell.00253.2008.

16. Paulin D., Li Z. Desmin: a major intermediate filament protein essential for the structural integrity and function of muscle. Exp. Cell Res. 2004; 301 (1): 1–7. DOI: 10.1016/j.yexcr.2004.08.004.

17. Hirai J., Kanda K., Oka T., Matsuda T. Highly oriented, tubular hybrid vascular tissue for a low pressure circulatory system. Asaio J. 1994; 40 (3): M383–388. PMID: 8555543 DOI: 10.1097/00002480-199407000-00027.

18. Seliktar D., Black R.A., Vito R.P., Nerem R.M. Dynamic mechanical conditioning of collagen-gel blood vessel constructs induces remodeling in vitro. Ann. Biomed. Eng. 2000; 28 (4): 351–362. PMID: 10870892. DOI: 10.1114/1.275.

19. Rowe S.L., Stegemann J.P. Interpenetrating collagen-fibrin composite matrices with varying protein contents and ratios. Biomacromolecules. 2006; 7 (11): 2942–2948. DOI: 10.1021/bm0602233.

20. Cummings C.L., Gawlitta D., Nerem R.M., Stegemann J.P. Properties of engineered vascular constructs made from collagen, fibrin, and collagen-fibrin mixtures. Biomaterials. 2004; 25 (17): 3699–3706. DOI: 10.1016/j.biomaterials.2003.10.073.

21. Sehgel N.L., Sun Z., Hong Z., Hunter W.C., Hill M.A., Vatner D.E., Vatner S.F., Meininger G.A. Augmented vascular smooth muscle cell stiffness and adhesion when hypertension is superimposed on aging. Hypertension. 2015; 65 (2): 370–377. DOI: 10.1161/HYPERTENSIONAHA.114.04456.

22. Hong Z., Reeves K.J., Sun Z., Li Z., Brown N.J., Meininger G.A. Vascular smooth muscle cell stiffness and adhesion to collagen I modified by vasoactive agonists. PLoS One. 2015; 10 (3): e0119533. DOI: 10.1371/journal.pone.0119533.

23. Zhou N., Lee J.J., Stoll S., Ma B., Costa K.D., Qiu H. Rho kinase regulates aortic vascular smooth muscle cell stiffness via actin/SRF/myocardin in hypertension. Cell Physiol. Biochem. 2017; 44 (2): 701–715. DOI: 10.1159/000485284.

24. Qiu H., Zhu Y., Sun Z., Trzeciakowski J.P., Gansner M., Depre C., Resuello R.R., Natividad F.F., Hunter W.C., Genin G.M., Elson E.L., Vatner W.E., Meininger G.A., Vatler S.F. Short communication: vascular smooth muscle cell stiffness as a mechanism for increased aortic stiffness with aging. Circ. Res. 2010; 107 (5): 615–619. DOI: 10.1161/CIRCRESAHA.110.221846.

25. Zhu Y., Qiu H., Trzeciakowski J.P., Sun Z., Li Z., Hong Z., Hill M.A., Hunter W.C., Vatner D.E., Vatner S.F., Meininger G.A. Temporal analysis of vascular smooth muscle cell elasticity and adhesion reveals oscillation waveforms that differ with aging. Aging Cell. 2012; 11 (5): 741–750. DOI: 10.1111/j.1474-9726.2012.00840.x.

26. Shaikh F.M., Callanan A., Kavanagh E.G., Burke P.E., Grace P.A., McGloughlin T.M. Fibrin: a natural biodegradable scaffold in vascular tissue engineering. Cells Tissues Organs. 2008; 188 (4): 333–346. DOI: 10.1159/000139772.

27. Litvinov R.I., Weisel J.W. Fibrin mechanical properties and their structural origins. Matrix Biol. 2017; 60–61: 110–123. DOI: 10.1016/j.matbio.2016.08.003.

28. Rensen S.S., Doevendans P.A., van Eys G.J. Regulation and characteristics of vascular smooth muscle cell phenotypic diversity. Neth. Heart J. 2007; 15 (3): 100–108. DOI: 10.1007/bf03085963.

29. Tuna B.G., Bakker E.N., VanBavel E. Smooth muscle biomechanics and plasticity: relevance for vascular calibre and remodelling. Basic Clin. Pharmacol. Toxicol. 2012; 110 (1): 35–41. DOI: 10.1111/j.1742-7843.2011.00794.x.

30. Eddinger T.J., Meer D.P., Miner A.S., Meehl J., Rovner A.S., Ratz P.H. Potent inhibition of arterial smooth muscle tonic contractions by the selective myosin II inhibitor, blebbistatin. J. Pharmacol. Exp. Ther. 2007; 320 (2): 865–870. DOI: 10.1124/jpet.106.109363.

31. Tanaka Y., Horinouchi T., Koike K. New insights into beta-adrenoceptors in smooth muscle: distribution of receptor subtypes and molecular mechanisms triggering muscle relaxation. Clin. Exp. Pharmacol. Physiol. 2005; 32 (7): 503–514. DOI: 10.1111/j.1440-1681.2005.04222.x.

32. Eckly A.E., Stoclet J.C., Lugnier C. Isoprenaline induces endothelium- independent relaxation and accumulation of cyclic nucleotides in the rat aorta. Eur. J. Pharmacol. 1994; 271 (1): 237–240. DOI: 10.1016/0014-2999(94)90287-9.

33. Scheid C.R., Honeyman T.W., Fay F.S. Mechanism of beta-adrenergic relaxation of smooth muscle. Nature. 1979; 277 (5691): 32–36. DOI: 10.1038/277032a0.

34. Mueller E., van Breemen C. Role of intracellular Ca2+ sequestration in beta- adrenergic relaxation of a smooth muscle. Nature. 1979; 281 (5733): 682–683. DOI: 10.1038/281682a0.

35. Gray D.W., Marshall I. Novel signal transduction pathway mediating endothelium- dependent beta-adrenoceptor vasorelaxation in rat thoracic aorta. Br. J. Pharmacol. 1992; 107 (3): 684–690. DOI: 10.1111/j.1476-5381.1992.tb 14507.x.

36. Graves J., Poston L. Beta-adrenoceptor agonist mediated relaxation of rat isolated resistance arteries: a role for the endothelium and nitric oxide. Br. J. Pharmacol. 1993; 108 (3): 631–637. DOI: 10.1111/j.1476-5381.1993.tb12853.x.

37. Chalon S., Tejura B., Moreno H.Jr., Urae A., Blaschke T.F., Hoffman B.B. Role of nitric oxide in isoprenaline and sodium nitroprusside-induced relaxation in human hand veins. Br. J. Clin. Pharmacol. 1999; 47 (1): 91–98. DOI: 10.1046/j.1365-2125.1999.00863.x.

38. Xiong Z., Sperelakis N., Fenoglio-Preiser C. Isoproterenol modulates the calcium channels through two different mechanisms in smooth-muscle cells from rabbit portal vein. Pflugers Arch. 1994; 428 (2): 105–113. DOI: 10.1007/bf00374847.

39. Walch L., Brink C., Norel X. The muscarinic receptor subtypes in human blood vessels. Therapie. 2001; 56 (3): 223–226. PMID: 11475798.

40. Furchgott R.F., Zawadzki J.V. The obligatory role of endothelial cells in the relaxation of arterial smooth muscle by acetylcholine. Nature. 1980; 288 (5789): 373–376. DOI: 10.1038/288373a0.

41. Itoh T., Fujiwara T., Kubota Y., Nishiye E., Kuriyama H. Roles of protein kinase C on the mechanical activity of vascular smooth muscles. Am. J. Hypertens. 1990; 3 (8 Pt 2): 216s–219s. DOI: 10.1093/ajh/3.8.216.