Конформационные особенности лактатдегидрогеназы: влияние температурного фактора в присутствии малых молекул, математическая модель

Цель. Исследовать конформационные изменения лактатдегидрогеназы под действием различных концентраций интермедиатов (пируват, оксалоацетат) в температурном градиенте с последующим построением математической модели.

Материалы и методы. Изучение термолабильности лактатдегидрогеназы проводили с  использованием метода дифференциальной сканирующей флуориметрии по изменению  эндогенной флуоресценции триптофана и тирозина в условиях стабильной концентрации лактатдегидрогеназы и изменяющихся концентраций пирувата и оксалоацетата. Далее была разработана математическая модель для более углубленного рассмотрения поведения каталитического белка.

Результаты. Было выявлено, что пируват и оксалоацетат в низких концентрациях оказывают термостабилизирующее воздействие на конформацию лактатдегидрогеназы, влияние пирувата статистически более значимо в сравнении с оксалоацетатом (p < 0,05). Изучаемые лиганды в высоких концентрациях снижают термостабильность лактатдегидрогеназы.

Заключение. Понимание роли малых молекул в регуляции биологических и каталитических процессов долгое время оставалось в тени научного интереса, но сегодня работа в данном направлении выходит на качественно новый уровень.  Полученные данные свидетельствуют о возможности малых молекул выступать в качестве лигандов при взаимодействии с каталитическими белками.

1. Castoreno A.B., Ulrike U.S. Small molecule probes of cellular pathways and networks. ACS Chem. Bio. 2010; 6: 86–94. DOI: 10.1021/cb1002976.

2. Hörner M., Weber W. Molecular switches in animal cells. FEBS Lett. 2012; 586 (15): 2084–2096. DOI: 10.1016/j.febslet.2012.02.032.

3. Nelson D.L., Cox M.M. Lehninger principles of biochemistry. 6th ed. New York: W.H. Freeman, 2013: 1158.

4. Mendes-Mourao J., Halestrap A.P., Crisp D.M., Pogson C.I. The involvement of mitochondrial pyruvate transport in the pathways of gluconeogenesis from serine and alanine in isolated rat and mouse liver cells. FEBS Lett. 1975; 53 (1): 29–32. DOI: 10.1016/0014-5793(75)80674-0.

5. McCommis K.S., Finck B.N. Mitochondrial pyruvate transport: a historical perspective and future research directions. Biochem. J. 2015; 466 (3): 443–454. DOI: 10.1042/BJ20141171.

6. Valvona C., Fillmore H.L., Nunn P.B., Pilkington G. J. The regulation and function of lactate dehydrogenase A: therapeutic potential in brain tumor. Brain Pathology. 2016; 26 (1): 3–17. DOI: 10.1111/bpa.12299.

7. Zhai X., Yang Y., Wan J., Zhu R., Wu Y. Inhibition of LDH-A by oxamate induces G2/M arrest, apoptosis and increases radiosensitivity in nasopharyngeal carcinoma cells. Oncol. Rep. 2013; 30: 2983–2991. DOI: 10.3892/or.2013.2735.

8. Pioli P.A., Hamilton B.J., Connolly J.E., Brewer G., Rigby W.F. Lactate dehydrogenase is an AU-rich element-binding protein that directly interacts with AUF1. J. Biol. Chem. 2002; 277 (38): 35738–35745. DOI: 10.1074/jbc.M204002200.

9. Huang L., Li B., Li W., Guo H., Zou F. ATP-sensitive potassium channels control glioma cells proliferation by regulating ERK activity. Carcinogenesis. 2009; 30 (5): 737–744. DOI: 10.1093/carcin/bgp034.

10. Martin L., Schwarz S., Breitsprecher D. Analyzing thermal unfolding of proteins: the prometheus NT.48. Application note NT-PR-001. NanoTemper technologies GmbH, 2014. URL: https://resources.nanotempertech.com/application-notes/nanotemper-application-note-nt-pr-001-thermal-unfolding.

11. Crawley M.J. The R book. John Wiley & Sons, Inc., 2007: 940.

12. Findlay J.W., Dillard R.F. Appropriate calibration curve fitting in ligand binding assays. AAPS J. 2007; 9: 260–267.

13. DOI: 10.1208/aapsj0902029.

14. Rizzo J.M., Shi S., Li Y., Semple A., Esposito J.J., Yu S. Application of a high-throughput relative chemical stability assay to screen therapeutic protein formulations by assessment of conformational stability and correlation to aggregation propensity. Pharm. Sci. 2015; 104 (5): 1632–1640. DOI: 10.1002/jps.24408.

15. Goshu A.T., Koya P.R. Derivation of inflection points of nonlinear regression curves – implications to statistics. AJTAS. 2013; 2 (6): 268–272. DOI: 10.11648/j.ajtas.20130206.25.

16. Magnusson A.O., Szekrenyi A., Joosten H.J., Finnigan J., Charnock S., Fessner W.D. nanoDSF as screening tool for enzyme libraries and biotechnology development. FEBS J. 2019; 286 (1): 184–204. DOI: 10.1111/febs.14696.

17. Chaudhuri R., Cheng Y., Middaugh C.R., Volkin D.B. High-throughput biophysical analysis of protein therapeutics to examine interrelationships between aggregate formation and conformational stability. AAPS J. 2014; 16 (1): 48–64. DOI: 10.1208/s12248-013-9539-6.