Жизнеспособность ядросодержащих клеток в лейкоконцентратах на этапах их получения, замораживания и декриоконсервирования

Цель – оценить жизнеспособность ядросодержащих клеток (ЯСК) в лейкоконцентратах (ЛК) на этапах их получения, замораживания и декриоконсервирования.

Материалы и методы. Материал исследования – 44 ЛК доноров аллогенных гемопоэтических стволовых клеток (ГСК) и 189 аутологичных ЛК онкогематологических больных. Лейкоконцентраты доноров и больных получали методом автоматического лейкоцитафереза после мобилизации ГСК. Лейкоконцентраты больных замораживали под защитой диметилсульфоксида (ДМСО) с конечной концентрацией 5% и хранили в жидком азоте. Лейкоконцентраты декриоконсервировали перед трансплантацией, 161 ЛК после декриоконсервирования сразу переливали реципиенту, 28 ЛК перед переливанием отмывали от ДМСО. Процент не пропускающих 7-аминоактиномицин D (aminoactinomycin D, 7-AAD) популяций ЯСК определяли методом проточной цитофлуориметрии.

Результаты. Жизнеспособность ЯСК периферической крови доноров и больных приближалась к 100%. Показано отсутствие влияния аппаратного лейкоцитафереза и процедуры смешивания с ДМСО на жизнеспособность ЯСК. Замораживание ЛК под защитой ДМСО, хранение в жидком азоте и их декриоконсервирование приводили к значимому снижению содержания жизнеспособных ЯСК (p = 0,0025), при этом влияние длительности хранения ЛК на жизнеспособность ЯСК не выявлено. В результате отмывания от ДМСО в жизнеспособном состоянии сохраняется существенно больше ГСК, чем без отмывания (94,4 [94,5; 95,2]% против 86,7 [67,6; 92,9]%; p = 0,0051); для других популяций ЯСК, кроме моноцитов, различия показателя жизнеспособности также статистически значимы.

Заключение. Жизнеспособность ЯСК в ЛК рекомендуется использовать как самостоятельную характеристику качества трансплантата. В процессе получения ЛК и их смешивания с криоконсервантом ДМСО жизнеспособность ЯСК не снижается, а в декриоконсервированных ЛК значительно падает. Декриоконсервирование ЛК с отмыванием от ДМСО позволяет достигать лучшей жизнеспособности ГСК и большинства популяций ЯСК.

1. Donnenberg V.S., Ulrich H., Tárnok A. Cytometry in Stem Cell Research and Therapy. Cytometry A. 2013; 83(1): 1–4. DOI: 10.1002/cyto.a.22243.

2. Passweg J.R., Baldomero H., Bader P., Bonini C., Cesaro S., Dreger P., Duarte R.F., Dufour C., Kuball J., Farge-Bancel D., Gennery A., Kröger N., Lanza F., Nagler A., Sureda A. and Mohty M. Hematopoietic stem cell transplantation in Europe 2014: more than 40000 transplants annually. Bone Marrow Transplantation. 2016; 51: 786–792. DOI:10.1038/bmt.2016.2.

3. Galmes A., Gutierrez A., Sampol A., Canaro M., Morey M., Iglesias J., Matamoros N., Duran M. А., Novo А., Bea M. D., Galan P., Balansat J., Martínez J., Bargay J., Besalduch J. Long-term hematological reconstitution and clinical evaluation of autologous peripheral blood stem cell transplantation after cryopreservation of cells with 5% and 10% dimethyl sulfoxide at – 80 degrees C in a mechanical freezer. Haematologica. 2007; 92: 986 – 989. DOI: 10.3324/haematol.11060.

4. Логинова М.А., Малышева Н.А., Минаева Н.В., Парамонов И.В. Оценка эффективности деятельности регистра потенциальных доноров гемопоэтических стволовых клеток. Гематология и трансфузиология. 2020; 3 (65): 291-298. DOI: 10.35754/0234-5730-2020-65-3-291-298.

5. Barnett D., Granger V., Kraan J., Whitby L., Reilly J.T., Papa S., Gratama J.W. Reduction of intra- and interlaboratory variation in CD34- stem cell enumeration using stable test material, standard protocols and targeted training. Br J Haematol. 2000; 108 (3):784 – 792. DOI: 10.1046/j.1365-214.

6. Saraceni F., Shem-Tov N., Olivieri A., Nagler A. Mobilized peripheral blood grafts include more than hematopoietic stem cells: the immunological perspective. Bone Marrow Transplantation. 2015; 50(7): 886–891. DOI: 10.1038/bmt.2014.330.

7. López M.C., Lawrence D. A. Proficiency testing experience for viable CD34+ stem cell analysis. Transfusion. 2008; 48(6): 1115-1121. DOI: 10.1111/j.1537-2995.2008.01652.x.

8. Briard J.G., Jahan S., Chandran P., Allan D., Pineault N., Ben R.N. Small-Molecule Ice Recrystallization Inhibitors Improve the Post-Thaw Function of Hematopoietic Stem and Progenitor Cells. ACS Omega. 2016; 1(5): 1010-1018. DOI: 10.1021/acsomega.6b00178.

9. Wagner T., Guber S.E., Stubenrauch M.-L., Lanzer G. Low propidium iodide intensity in flow cytometric white blood cell counting as a marker of cell destruction? Transfusion. 2005; 45 (2): 228-233. DOI: 10.1111/j.1537-2995.

10. Трусов Г.А., Чапленко А.А., Семенова И.С., Мельникова Е.В., Олефир Ю.В. Применение проточной цитометрии для оценки качества биомедицинских клеточных продуктов. Биопрепараты. Профилактика, диагностика, лечение. 2018; 18(1): 16–24. DOI: 10.30895/2221-996X-2018-18-1-16-24.

11. Fernández M. L., Reigada R. Effects of Dimethyl Sulfoxide on Lipid Membrane Electroporation. The Journal of Physical Chemistry B 2014, 118 (31), 9306-9312. DOI: 10.1021/jp503502s.

12. Smagur A., Mitrus I, Giebel S, Sadus-Wojciechowska M., Najda J., Kruzel T., Czerw T., Gliwinska J., Prokop M., Glowala-Kosinska M, Chwieduk A., Holowiecki J. Smugar, I. Impact of different dimethyl sulphoxide concentrations on cell recovery, viability and clonogenic potential of cryopreserved peripheral blood hematopoietic stem and progenitor cells. Vox Sang. 2013; 104 (3): 240-247. DOI: 10.1111/j.1423-0410.2012.01657.x.

13. Curcoy A.I., Alcorta I., Estella J., Rives S., Toll T., Tuset E. Cryopreservation of HPCs with high cell concentration in 5-percent DMSO for transplantation to children. Transfusion. 2002; 42: 962. DOI: 10.1046/j.1525-1438.2002.00198.x.

14. Abrahamsen J.F., Rusten L., Bakken A. M., Bruserud O. Better preservation of early hematopoietic progenitor cells when human peripheral blood progenitor cells are cryopreserved with 5 percent dimethylsulfoxide instead of 10 percent dimethylsulfoxide. Transfusion. 2004; 44: 785 – 789. DOI: 10.1111/j.1537-2995.2004.03336.x.

15. Akkok CA, Liseth K, Hervig T, Ryningen A, Bruserud O., Ersvaer E. Use of different DMSO concentrations for cryopreservation of autologous peripheral blood stem cell grafts does not have any major impact on levels of leukocyte- and platelet-derived soluble mediators. Cytotherapy. 2009; 11: 749 – 760. DOI: 10.1080/14653240902980443.

16. Kollerup M.B, Hilscher M., Zetner D., Rosenberg J. Adverse reactions of dimethyl sulfoxide in humans: a systematic review. F1000Research.2018; 7: 1-18.DOI: 10.12688/f1000research.16642.2.

17. Tonev I., Simeonov S., Mitkov I., Ilieva M., Petrov Y., Ganeva P., Arnaudov G., Spassov B., Mincheff M. Viability of hematopoetic stem cells following storage at – 80 o C with 5 % dimethylsulfoxide and hematologic recovery in transplanted myeloma patients. HemaSphere. 2019; 3: 343-344. DOI: 10.1097/01.hs9.0000561400.99877.49.4.

18. Shu Z, Heimfeld S, Gao D. Hematopoietic SCT with cryopreserved grafts: adverse reactions after transplantation and cryoprotectant removal before infusion. Bone Marrow Transplant. 2014; 49(4): 469–476. DOI: 10.1038/bmt.2013.152.

19. Gutensohn K1, Jessen M, Ketels A, Gramatzki M, Humpe A. Flow cytometric analyses of CD34+ cells with inclusion of internal positive controls. Transfusion. 2012; 2 (52): 284-290. DOI: 10.1111/j.1537-2995.2011.03259.x.

20. Bai L, Xia W, Wong K, Reid C, Ward C, Greenwood M. Infused neutrophil dose and haematopoietic recovery in patients undergoing autologous transplantation. Bone Marrow Transplant. 2014; 49(5): 725. DOI: 10.1038/bmt.2014.14.