Уровень мРНК генов антиоксидантной системы и активность НАДФН-генерирующих ферментов при ротенон-индуцированном паркинсонизме у крыс

Цель. Исследование уровня мРНК генов антиоксидантных ферментов и регулирующих их экспрессию транскрипционных факторов Nrf2 и Foxo1, активности глюкозо-6-фосфатдегидрогеназы (Г6ФДГ) и никотинамидадениндинуклеотидфосфат-изоцитратдегидрогеназы (НАДФ-ИДГ), а также анализ корреляционных связей между данными параметрами, состоянием оксидативного статуса и моторно-координационными показателями у крыс с ротенон-индуцированным паркинсонизмом.

Материалы и методы. Исследование было выполнено на крысах самцах Вистар в возрасте 4–6 мес и массой 200–250 г. Паркинсонизм моделировали путем подкожного введения в течение 10 сут ротенона в дозе 2,5 мг/кг. Для подтверждения развития патологии использовали моторно-координационные тесты и гистологические методы с окрашиванием коры полушарий и полосатого тела головного мозга гематоксилином и эозином. Состояние оксидативного статуса оценивали на основании концентрации диеновых конъюгатов, карбонильных остатков аминокислот в белках и α-токоферола. Активность ферментов исследовали спектрофотометрически по образованию НАДФН. Для анализа уровня мРНК генов использовали метод полимеразной цепной реакции в реальном времени.

Результаты. В ходе исследования у крыс опытной группы по сравнению с контролем наблюдалось возрастание в сыворотке крови и мозге концентрации диеновых конъюгатов, карбонильных остатков аминокислот, а также α-токоферола, что могло быть связано с перераспределением данного соединения между тканями при развитии патологии. Для животных с экспериментальным паркинсонизмом, кроме этого, было характерно снижение уровня мРНК генов Sod1, Gpx1, Gsr, Gsta2, Nfe2l2 и Foxo1, а также активности Г6ФДГ и НАДФ-ИДГ. У крыс с экспериментальным паркинсонизмом была найдена отрицательная корреляция активности НАДФ-ИДГ в мозге с концентрацией α-токоферола в сыворотке и положительная – с уровнем мРНК Gpx1 и Foxo1 в полосатом теле головного мозга. Уровень окислительно-модифицированных белков в мозге животных с патологией отрицательно коррелировал с концентрацией мРНК Gsta2 в полосатом теле, а удельная активность Г6ФДГ в сыворотке характеризовалась наличием положительной взаимосвязи с силой хвата.

Заключение. Полученные данные свидетельствуют, что угнетение транскрипции генов антиоксидантных ферментов и регуляторных факторов Nrf2 и Foxo1 вносило существенный вклад в развитие окислительного стресса при БП. Наблюдаемое снижение активности Г6ФДГ и НАДФ-ИДГ уменьшало доступность НАДФН – лимитирующего фактора для функционирования глутатионовой антиоксидантной системы, что также, очевидно, являлось важным патогенетическим фактором прогрессирования патологии. Наряду со снижением в тканях мозга содержания мРНК генов антиоксидантных ферментов, у крыс с паркинсонизмом возрастала концентрация α-токоферола, что могло быть результатом развития дисбаланса в функционировании антиоксидантной системы.

1. Blauwendraat C., Nalls M.A., Singleton A.B. The genetic architecture of Parkinson’s disease. Lancet Neurol. 2020;19(2):170– 178. DOI: 10.1016/S1474-4422(19)30287-X.

2. Raza C., Anjum R., Shakee N.U.A. Parkinson’s disease: Mechanisms, translational models and management strategies. Life Sci. 2019;226:77–90. DOI: 10.1016/j.lfs.2019.03.057.

3. Trist B.G., Hare D.J., Double K.L. Oxidative stress in the aging substantia nigra and the etiology of Parkinson’s disease. Aging Cell. 2019;18(6):e13031. DOI: 10.1111/acel.13031.

4. Hannan Md.A., Dash R., Sohag A.A.M., Haque Md.N., Moon I.S. Neuroprotection against oxidative stress: phytochemicals targeting TrkB signaling and the Nrf2-ARE antioxidant system. Front. Mol. Neurosci. 2020;13:116. DOI: 10.3389/fnmol.2020.00116.

5. Xing Y., Li A., Yang Y., Li X., Zhang L., Guo H. The regulation of FOXO1 and its role in disease progression. Life Sciences. 2018;193:124–131. DOI: 10.1016/j.lfs.2017.11.030.

6. Nóbrega-Pereira S., Fernandez-Marcos P.J., Brioche T., Gomez-Cabrera M.C., Salvador-Pascual A., Flores J.M. et al. G6PD protects from oxidative damage and improves health span in mice. Na.t Commun. 2016;7:10894. DOI: 10.1038/ncomms10894.

7. Popova T., Pinheiro de Carvalho M.A.A., Matasova L., Medvedeva L. Regulation of mitochondrial NADP-isocitrate dehydrogenase in rat heart during ischemia. Mol. Cell Biochem. 2007;294(1–2):97–105. DOI: 10.1007/s11010-006- 9249-9.

8. Ball N., Teo W.P., Chandra S., Chapman J. Parkinson’s disease and the environment. Front. Neurol. 2019;10:218. DOI: 10.3389/fneur.2019.00218.

9. Farombi E.O., Awogbindin I.O., Farombi T.H., Oladele J.O., Izomoh E.R., Aladelokun O.B. et al. Neuroprotective role of kolaviron in striatal redo-inflammation associated with rotenone model of Parkinson’s disease. Neurotoxicology. 2019;73:132–141. DOI: 10.1016/j.neuro.2019.03.005.

10. Крыльский Е.Д., Разуваев Г.А., Попова Т.Н., Акинина А.И., Нихаев Л.Е. Функционирование системы антиокислительной защиты при ротенониндуцированном паркинсонизме у крыс. Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. 2021;171(6):701–707. DOI: 10.47056/0365-9615-2021-171-6-701-707.

11. Ablat N., Lv D., Ren R., Xiaokaiti Y., Ma X., Zhao X. et al. Neuroprotective effects of a standardized flavonoid extract from safflower against a rotenone-induced rat model of Parkinson’s disease. Molecules. 2016;21(9):1107. DOI: 10.3390/molecules21091107.

12. Sharma S., Kumar P., Deshmukh R. Neuroprotective potential of spermidine against rotenone induced Parkinson’s disease in rats. Neurochemistry International. 2018;116:104–111. DOI: 10.1016/j.neuint.2018.02.010.

13. Park H.J., Lee P.H., Bang O.Y., Lee G., Ahn Y.H. Mesenchymal stem cells therapy exerts neuroprotection in a progressive animal model of Parkinson’s disease. Journal of Neurochemistry. 2008;107(1):141–151. DOI: 10.1111/j.1471-4159.2008.05589.x.

14. Recknagel R.O., Ghoshal A.K. Lipoperoxidation of rat liver microsomal lipids induced by carbon tetrachloride. Nature. 1966;210(5041):1162–1163. DOI: 10.1038/2101162a0.

15. Reznick A.Z., Packer L. Oxidative damage to proteins: spectrophotometric method for carbonyl assay. Methods Enzymol. 1994;233:357–363. DOI: 10.1016/S0076-6879(94)33041-7.

16. Desai I.D., Martinez F.E. Bilirubin interference in the colorimetric assay of plasma vitamin E. Clin. Chim. Acta. 1986;154(3):247–250. DOI: 10.1016/0009-8981(86)90040-9.

17. Sharma A., Weber D., Raupbach J., Dakal T.C., Fließbach K., Ramirez A. et al. Advanced glycation end products and protein carbonyl levels in plasma reveal sex-specific differences in Parkinson’s and Alzheimer’s disease. Redox. Biol. 2020;34:101546. DOI: 10.1016/j.redox.2020.101546.

18. Tripanichkul W., Jaroensuppaperch E.-O. Ameliorating effects of curcumin on 6-OHDA-induced dopaminergic denervation, glial response, and SOD1 reduction in the striatum of hemiparkinsonian mice. Eur. Rev. Med. Pharmacol. Sci. 2013;17(10):1360–1368.

19. Toppo S., Vanin S., Bosello V., Tosatto S.C.E. Evolutionary and structural insights into the multifaceted glutathione peroxidase (Gpx) superfamily. Antioxid. Redox. Signal. 2008;10(9):1501–1514. DOI: 10.1089/ars.2008.2057.

20. Liu J., Liu H., Zhao Z., Wang J., Guo D., Liu Y. Regulation of Actg1 and Gsta2 is possible mechanism by which capsaicin alleviates apoptosis in cell model of 6-OHDA-induced Parkinson’s disease. Biosci. Rep. 2020;40(6):BSR20191796. DOI: 10.1042/BSR20191796.

21. Jayaram S., Krishnamurthy P.T. Role of microgliosis, oxidative stress and associated neuroinflammation in the pathogenesis of Parkinson’s disease: The therapeutic role of Nrf2 activators. Neurochem. Int. 2021;145:105014. DOI: 10.1016/j.neuint.2021.105014.

22. Tejo F.V., Quintanilla R.A. Contribution of the Nrf2 pathway on oxidative damage and mitochondrial failure in Parkinson and Alzheimer’s disease. Antioxidants (Basel). 2021;10(7):1069. DOI: 10.3390/antiox10071069.

23. Gong J., Zhang L., Zhang Q., Li X., Xia X.J., Liu Y.Y. et al. Lentiviral vector-mediated SHC3 silencing exacerbates oxidative stress injury in nigral dopamine neurons by regulating the PI3K-AKT-FoxO signaling pathway in rats with Parkinson’s disease. Cell Physiol. Biochem. 2018;49(3):971–984. DOI: 10.1159/000493228.

24. Itsumi M., Inoue S., Elia A.J., Murakami K., Sasaki M., Lind E.F. et al. Idh1 protects murine hepatocytes from endotoxin-induced oxidative stress by regulating the intracellular NADP(+)/NADPH ratio. Cell Death Differ. 2015;22(11):1837–1845. DOI: 10.1038/cdd.2015.38.

25. Wang Y.P., Zhou L.S., Zhao Y.Z., Wang S.W., Chen L.L., Liu L.X. et al. Regulation of G6PD acetylation by SIRT2 and KAT9 modulates NADPH homeostasis and cell survival during oxidative stress. EMBO J. 2014;33(12):1304–1320. DOI: 10.1002/embj.201387224.

26. Mejías R., Villadiego J., Pintado C.O., Vime P.J., Gao L., Toledo-Aral J.J. et al. Neuroprotection by transgenic expression of glucose-6-phosphate dehydrogenase in dopaminergic nigrostriatal neurons of mice. Journal of Neuroscience. 2006;26(17):4500–4508. DOI: 10.1523/JNEUROSCI.0122-06.2006.

27. Ulatowski L., Dreussi C., Noy N., Barnholtz-Sloan J., Klein E., Manor D. Expression of the α-tocopherol transfer protein gene is regulated by oxidative stress and common single-nucleotide polymorphisms. Free Radic. Biol. Med. 2012;53(12):2318– 2326. DOI: 10.1016/j.freeradbiomed.2012.10.528.

28. Ulatowski L., Manor D. Vitamin E trafficking in neurologic health and disease. Annu. Rev. Nutr. 2013;33:87–103. DOI: 10.1146/annurev-nutr-071812-161252.