Транскрипционная регуляция функционирования лактатдегидрогеназы в клетках почек крыс при диабетической нефропатии

Целью данной работы являлось изучение особенностей транскрипционной регуляции активности и изоферментного состава лактатдегидрогеназы в почках Rattus norvegicus L. при диабетической нефропатии.

Материалы и методы. Проведено исследование 20 самцов лабораторных крыс Rattus norvegicus L., разделенных на две равные группы: «Норма» – интактные крысы, которым внутрибрюшинно вводили 0,9%й NaCl, и «Диабет» – животные с аллоксановым диабетом. Исследовалась активность, субклеточная локализация и подвижность изоферментов лактатдегидрогеназы (ЛДГ, КФ 1.1.1.27) с использованием спектрофотометрических, электрофоретических методов, а также использовалась полимеразная цепная реакция в реальном времени для анализа транскриптов генов LDHA и LDHB.

Результаты. Анализ активности ЛДГ показал, что данный параметр вырос более чем в 6 раз у животных с диабетической нефропатией по сравнению с контрольной группой. Возрастание скорости функционирования ЛДГ является следствием активизации фермента во всех исследуемых компартментах клетки и согласуется с показателем в гомогенате. Вероятно, увеличение активности ЛДГ при диабетической нефропатии является следствием перераспределения скорости функционирования между имеющимися изоформами и связано с усилением скорости транскрипции генов, кодирующих субъединицы A и B данного фермента.

Заключение. Усиление работы ЛДГ, вероятно, является следствием активизации почечного глюконеогенеза, основным субстратом для которого является именно молочная кислота, реадсорбируемая в почечных клубочках. Выявленное увеличение активности ЛДГ в почках крыс при диабетической нефропатии может быть связано с адаптацией их биохимического метаболизма к патологическому состоянию.

1. Schmidt A.M. Highlighting diabetes mellitus: the epidemic continues. Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol. 2018;38(1):e1–e8. DOI: 10.1161/ATVBAHA.117.310221.

2. Shen Z., Fang Y., Xing T., Wang F. Diabetic nephropathy: from pathophysiology to treatment. J. Diabetes Res. 2017:2379432. DOI: 10.1155/2017/2379432.

3. Nagib A.M., Matter Y.E., Gheith O.A., Refaie A.F., Othman N.F., Al-Otaibi T. Diabetic nephropathy following posttransplant diabetes mellitus. Exp. Clin. Transplant. 2019;17(2):138–146. DOI: 10.6002/ect.2018.0157.

4. Silva P.H.I., Mohebbi N. Kidney metabolism and acid-base control: back to the basics. Pflugers Arch. 2022;474(8):919– 934. DOI: 10.1007/s00424-022-02696-6.

5. Clark A.J., Parikh S.M. Mitochondrial metabolism in acute kidney injury. Semin. Nephrol. 2020;40(2):101–113. DOI: 10.1016/j.semnephrol.2020.01.002.

6. Samsu N. Diabetic nephropathy: challenges in pathogenesis, diagnosis, and treatment. Biomed. Res. Int. 2021;1497449. DOI: 10.1155/2021/1497449.

7. Osis G., Traylor A.M., Black L.M., Spangler D., George J.F., Zarjou A. et al. Agarwal expression of lactate dehydrogenase A and B isoforms in the mouse kidney. Am. J. Physiol. Renal. Physiol. 2021;320(5):F706–F718. DOI: 10.1152/ajprenal.00628.2020.

8. Ighodaro O.M., Adeosun A.M., Akinloye O.A. Alloxan-induced diabetes, a common model for evaluating the glycemic-control potential of therapeutic compounds and plants extracts in experimental studies. Medicina (Kaunas). 2017;53(6):365–374. DOI: 10.1016/j.medici.2018.02.001.

9. Djafarzadeh S., Jakob S.M. Isolation of intact mitochondria from skeletal muscle by differential centrifugation for high-resolution respirometry measurements. J. Vis. Exp. 2017;121:55251. DOI: 10.3791/55251.

10. Епринцев А.Т., Федорин Д.Н., Селиванова Н.В. Молекулярные аспекты формирования олигомерной структуры сукцинатдегидрогеназы. Воронеж: Центрально-Черноземное кн. изд-во, 2016:263.

11. Piechota J., Jelski W., Orywal K., Mroczko B. The comparison of total bile acid concentration and alcohol dehydrogenase activity as markers of intrahepatic cholestasis of pregnancy. Acta Biochim. Pol. 2021;69(1):173–176. DOI: 10.18388/abp.2020_5841.

12. Епринцев А.Т., Бондарева И.Р., Селиванова Н.В. Уровни экспрессии и активность изоферментов лактатдегидрогеназы печени крыс при аллоксановом диабете. Биомедицинская химия. 2022;68(1):33–38. DOI: 10.18097/PBMC20226801032.

13. Toni L.S., Garcia A.M., Jeffrey D.A., Jiang X., Stauffer B.L., Miyamoto Sh.D. et al. Optimization of phenol-chloroform RNA extraction. MethodsX. 2018;5:599–608. DOI: 10.1016/j.mex.2018.05.011.

14. Wittmeier P., Hummel S. Agarose gel electrophoresis to assess PCR product yield: comparison with spectrophotometry, fluorometry and qPCR. Biotechniques. 2022;72(4):155–158. DOI: 10.2144/btn-2021-0094.

15. Kume S., Araki S.I., Ugi S., Morino K., Koya D., Nishio Y. et al. Secular changes in clinical manifestations of kidney disease among Japanese adults with type 2 diabetes from 1996 to 2014. Journal of Diabetes Investigation. 2019;10(4):1032– 1040. DOI: 10.1111/jdi.12977

16. Young A., Oldford C., Mailloux R. J. Lactate dehydrogenase supports lactate oxidation in mitochondria isolated from different mouse tissues. Redox Biol. 2020;28:101339. DOI: 10.1016/j.redox.2019.101339.

17. Glancy B., Kane D.A., Kavazis A.N., Goodwin M.L., Willis W.T., Gladden L.B. Mitochondrial lactate metabolism: history and implications for exercise and disease. J. Physiol. 202;599(3):863–888. DOI: 10.1113/JP278930.