Характеристика продукции нейтрофильных внеклеточных ловушек и концентрации цитруллинированного гистона H3 у детей, больных туберкулезом

Цель исследования: охарактеризовать показатели продукции нейтрофильных внеклеточных ловушек (НВЛ) в культуре лейкоцитов и концентрацию цитруллинированного гистона H3 (citH3) периферической крови для оценки возможных особенностей реализации нетоза у детей, больных туберкулезом.

Материалы и методы. В исследование вошли 20 детей с активным туберкулезом органов дыхания (группа «Туберкулез») и 20 клинически здоровых детей без признаков сенсибилизации к антигенам Mycobacterium tuberculosis (группа «Контроль»). Выясняли способность нейтрофилов к формированию НВЛ при воздействии ex vivo на них неспецифического антигенного стимулятора и исследовали концентрацию цитруллинированного гистона Н3 в периферической крови.

Результаты. Нейтрофилы больных туберкулезом детей чаще, чем детей в группе «Контроль», формировали нитевидные НВЛ (Ме = 21,0 и Ме =16,0 соответственно; p = 0,0474) и облаковидные НВЛ (Ме = 10,5 и Ме = 4,0 соответственно; p = 0,0068). В обеих группах преобладали нитевидные НВЛ. Однако облаковидные НВЛ были отмечены у всех представителей группы «Туберкулез» (100%), а в группе «Контроль» были выявлены только у 15 из 20 обследуемых (χ² = 16,01; p < 0,0068). В группе «Туберкулез» медиана концентрации citH3 в крови была в 18,9 раза выше, чем в группе «Контроль» (Ме = 26,5 и Ме = 1,4 соответственно; p = 0,0041). Выявлена сильная положительная корреляционная взаимосвязь между концентрацией citH3 и генерацией нитевидных (r = 0,86; p = 0,0137), но не облаковидных форм НВЛ в группе «Туберкулез» и контрольной группе (r = 0,95; p = 0,0008).

Заключение. Высокий уровень citH3 в группе «Туберкулез» может отражать его нетоз-индуцированную продукцию и быть следствием возросшей активности данного процесса in vivo. Существенную роль в этом может играть ранее сформированная потенциальная готовность нейтрофилов к образованию НВЛ (пронетотический фенотип), что согласуется с нашим наблюдением о возрастании способности к формированию внеклеточных ловушек ex vivo изолированных нейтрофилов обследуемых лиц данной группы.

1. Санина А.Е., Серебрякова В.А., Уразова О.И., Гаджиев А.А. Сигнальный путь Notch в развитии дисбаланса иммунных реакций у больных диссеминированным туберкулезом легких. Бюллетень сибирской медицины. 2023;22(4):92–99. DOI: 10.20538/1682-0363-2023-4-92-99.

2. Rook G.A. Th2 cytokines in susceptibility to tuberculosis. Curr. Mol. Med. 2007;7(3):327–337. DOI: 10.2174/156652407780598557.

3. Manz M.G., Boettcher S. Emergency granulopoiesis. Nat. Rev. Immunol. 2014;14(5):302–314. DOI: 10.1038/nri3660.

4. Tilley D.O., Abuabed U., Zimny Arndt U., Schmid M., Florian S., Jungblut P.R. et al. Histone H3 clipping is a novel signature of human neutrophil extracellular traps. Elife. 2022;11:e68283. DOI: 10.7554/eLife.68283.

5. Kasprzycka W., Homa-Mlak I., Mlak R., Małecka-Massalska T. Direct and indirect methods of evaluating the NETosis process. J. Pre. Clin. Clin. Res. 2019;13(1):50–56. DOI: 10.26444/jpccr/105563.

6. Huang J., Hong W., Wan M., Zheng L. Molecular mechanisms and therapeutic target of NETosis in diseases. Med. Comm. (2020). 2022;3(3):e162. DOI: 10.1002/mco2.162.

7. Schechter M.C., Buac K., Adekambi T., Cagle S., Celli J., Ray S.M. et al. Neutrophil extracellular trap (NET) levels in human plasma are associated with active TB. PLoS One. 2017;12(8):e0182587. DOI: 10.1371/journal.pone.0182587.

8. De Melo M.G.M., Mesquita E.D.D., Oliveira M.M., da Silva-Monteiro C., Silveira A.K.A., Malaquias T.S. et al. Imbalance of net and alpha-1-antitrypsin in tuberculosis patients is related with hyper inflammation and severe lung tissue Damage. Front. Immunol. 2019;9:3147. DOI: 10.3389/fimmu.2018.03147.

9. De Buhr N., von Köckritz-Blickwede M. How neutrophil extracellular traps become visible. J. Immunol. Res. 2016;2016:4604713. DOI: 10.1155/2016/4604713.

10. Мордык А.В., Золотов А.Н., Новиков Д.Г., Романова М.А., Кириченко Н.А., Птухин А.О. Нетозобразующая способность нейтрофилов у детей с латентной туберкулезной инфекцией при положительной пробе с аллергеном туберкулезным рекомбинантным. Вопросы практической педиатрии. 2023;18(5):7–12. DOI: 10.20953/1817-7646-2023-5-7-12.

11. Daniel C., Leppkes M., Muñoz L.E., Schley G., Schett G., Herrmann M. Extracellular DNA traps in inflammation, injury and healing. Nat. Rev. Nephrol. 2019;15(9):559–575. DOI: 10.1038/s41581-019-0163-2.

12. Мордык А.В., Золотов А.Н., Новиков Д.Г., Кириченко Н.А., Пахтусова П.О., Птухин А.О. Нетозформирующая способность нейтрофилов у пациентов с ограниченным и распространенным туберкулезным процессом. Туберкулез и болезни легких. 2023;101(3):78–86. DOI: 10.58838/2075-1230-2023-101-3-78-86.

13. Wang Y., Li M., Stadler S., Correll S., Li P., Wang D. et al. Histone hypercitrullination mediates chromatin decondensation and neutrophil extracellular trap formation. J. Cell Biol. 2009;184(2):205–213. DOI: 10.1083/jcb.200806072.

14. Cuthbert G.L., Daujat S., Snowden A.W., Erdjument-Bromage H., Hagiwara T., Yamada M. et al. Histone deimination antagonizes arginine methylation. Cell. 2004;118(5):545–553. DOI: 10.1016/j.cell.2004.08.020.

15. Ong C.W., Elkington P.T., Brilha S., Ugarte-Gil C., Tome-Esteban M.T., Tezera L.B. et al. Neutrophil-derived MMP-8 drives AMPK-dependent matrix destruction in human pulmonary tuberculosis. PLoS Pathog. 2015;11(5):e1004917. DOI: 10.1371/journal.ppat.1004917.

16. Appelgren D., Enocsson H., Skogman B.H., Nordberg M., Perander L., Nyman D. et al. Neutrophil extracellular traps (NETs) in the cerebrospinal fluid samples from children and adults with central nervous system infections. Cells. 2019;9(1):43. DOI: 10.3390/cells9010043.

17. Новиков Д.Г., Золотов А.Н., Кириченко Н.А., Мордык А.В. Способ обнаружения нейтрофильных внеклеточных ловушек в суправитально окрашенном препарате крови. Патент на изобретение № 2768152. Опубл. 23.03.2022. Бюл. № 9.

18. Boeltz S., Amini P., Anders H.J., Andrade F., Bilyy R., Chatfield S. et al. To NET or not to NET:current opinions and state of the science regarding the formation of neutrophil extracellular traps. Cell Death Differ. 2019;26(3):395–408. DOI: 10.1038/s41418-018-0261-x.

19. Guillotin F., Fortier M., Portes M., Demattei C., Mousty E., Nouvellon E. et al. Vital NETosis vs. suicidal NETosis during normal pregnancy and preeclampsia. Front. Cell Dev. Biol. 2023;10:1099038. DOI: 10.3389/fcell.2022.1099038.

20. Yousefi S., Simon D., Stojkov D., Karsonova A., Karaulov A., Simon H.U. In vivo evidence for extracellular DNA trap formation. Cell Death Dis. 2020;11(4):300. DOI: 10.1038/s41419-020-2497-x.

21. Yousefi S., Simon H.U. NETosis – does it really represent nature’s “suicide bomber”? Front. Immunol. 2016;7:328. DOI: 10.3389/fimmu.2016.00328.

22. Belyaeva I.V., Kosova A.N., Vasiliev A.G. Tuberculosis and autoimmunity. Pathophysiology. 2022;29(2):298–318. DOI: 10.3390/pathophysiology29020022.

23. Roh J.S., Sohn D.H. Damage-associated molecular patterns in inflammatory diseases. Immun. Netw. 2018;18(4):e27. DOI: 10.4110/in.2018.18.e27.

24. Locke M., Francis R.J., Tsaousi E., Longstaff C. Fibrinogen protects neutrophils from the cytotoxic effects of histones and delays neutrophil extracellular trap formation induced by ionomycin. Sci. Rep. 2020;10(1):11694. DOI: 10.1038/s41598-020-68584-0.

25. Alexeyev M., Shokolenko I., Wilson G., LeDoux S. The maintenance of mitochondrial DNA integrity–critical analysis and update. Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 2013;5(5):a012641. DOI: 10.1101/cshperspect.a012641.