Сравнительный анализ кишечной микробиоты при болезни Паркинсона и других неврологических заболеваниях

В настоящее время большой интерес представляет роль микробиоты в патогенезе различных болезней, а также ее диагностический и терапевтический потенциал. Болезнь Паркинсона – нейродегенеративное заболевание, для которого было показано изменение состава кишечной микробиоты в сравнении со здоровым контролем.

Цель данного исследования – сравнительная характеристика кишечной микробиоты лиц с болезнью Паркинсона и другими неврологическими заболеваниями, включая идиопатическую семейную дистонию, эссенциальный тремор, рассеянный склероз, множественную системную атрофию для определения микробиотического ландшафта, характерного именно для болезни Паркинсона.

Материал и методы. В исследование были включены 93 пациента с диагнозом болезни Паркинсона и 33 пациента с иными неврологическими заболеваниями. Для каждого пациента проведено физикальное обследование и собраны образцы фекалий. Определение состава микробиоты проводилась секвенированием бактериальных генов 16S рРНК с последующим биоинформатическим и статистическим анализом.

Результаты. При сравнительном анализе состава микробиоты были найдены значимые различия. Микробиота кишечника лиц с болезнью Паркинсона характеризовалась увеличением содержания бактерий видов Desulfovibrio piger, Lactobacillus mucosae, Yokenella regensburgei, Alistipes indistinctus, Oscillospira capillosus, Clostridium bolteae, Soleaferrea massiliensis, Butyricimonas virosa, Dorea massiliensis, Victivallis vadensis. У лиц с другими неврологическими заболеваниями преобладали бактерии родов Blautia, Intestinibacter, Coprococcus и видов Anoxystipes fissicatena, Fusobacterium periodonticum, Gemmiger formicilis, Papillibacter cinnamivorans, Roseburia faecis, Lachnoclostridium indolis, Clostridium populeti, Clostridium tertium, Roseburia intestinalis, Eubacterium desmolans, Eubacterium cylindroides, Clostridium clariflavum, Eubacterium eligens, Coprococcus eutactus, Intestinibacter bartlettii.

Выводы. Микробиота кишечника при болезни Паркинсона отличается по таксономическому разнообразию и бактериальному составу от микробиоты пациентов с другими неврологическими заболеваниями, в том числе нейровоспалительными и нейродегенеративными. 

1. Spasova D.S., Surh C.D. Blowing on embers: commensal microbiota and our immune system // Front Immunol. 2014; 5: 318.

2. Carabotti M., Scirocco A., Maselli M.A., Severi C. The gut-brain axis: interactions between enteric microbiota, central and enteric nervous systems // Ann Gastroenterol. 2015; 28 (2): 203–209.

3. Wang H.X., Wang Y.P. Gut Microbiota-brain Axis // Chin. Med. J. (Engl). 2016; 5th Oct., 129 (19): 2373–80. doi: 10.4103/0366-6999.190667.

4. Khan F., Oloketuyi S.F. A future perspective on neurodegenerative diseases: Nasopharyngeal and gut microbiota // J. App.l Microbiol. 2016; Oct., 14. doi: 10.1111/jam.13327.

5. Miller Diane B., O’Callaghan James P., Biomarkers of Parkinson’s Disease (Pd): Present and Future // Metabolism. 2015; Mar., 64 (301): 40–46. doi: 10.1016/j.metabol.2014.10.030.

6. Maresova P., Klimova B., Novotny M., Kuca K. Alzheimer’s and Parkinson’s Diseases: Expected Economic Impact on Europe-A Call for a Uniform European Strategy // J. Alzheimers. Dis. 2016; Oct., 4; 54 (3): 1123–1133.

7. Scheperjans F., Aho V., Pereira P.A., Koskinen K., Paulin L., Pekkonen E. et al. Gut microbiota are related to Parkinson’s disease and clinical phenotype // Mov Disord. 2015; Mar., 30 (3): 350–358. doi: 10.1002/mds.26069.

8. Keshavarzian A., Green S.J., Engen P.A., Voigt R.M., Naqib A., Forsyth C.B., et al. Colonic bacterial composition in Parkinson’s disease// Mov Disord. 2015; Sep., 30 (10): 1351–1360. doi: 10.1002/mds.26307.

9. Egshatyan L., Kashtanova D., Popenko A., Tkacheva O., Tyakht A., Alexeev D. et al. Gut microbiota and diet in patients with different glucose tolerance// Endocr. Connect. 2016; Jan., 5 (1): 1–9. doi: 10.1530/EC-15-0094.

10. Caporaso J.G., Kuczynski J., Stombaugh J., Bittinger K., Bushman F.D., Costello E.K. et al. QIIME allows analysis of high-throughput community sequencing data// Nat. Methods. 2010; May, 7 (5): 335–336. doi: 10.1038/nmeth.f.303.

11. DeSantis, T.Z., P. Hugenholtz, N. Larsen. Greengenes, a

12. chimera-checked 16S rRNA gene database and workbench compatible with ARB// Appl Environ Microbiol. 2006; 72: 5069–5072.

13. Ritari J., Salojärvi J., Lahti L & de Vos WM. Improved taxonomic assignment of human intestinal 16S rRNA sequences by a dedicated reference database // BMC Genomics. 2015; Dec., 12, 16 (1): 1056. doi: 10.1186/s12864-015-2265-y

14. Paulson J.N., Stine O.C., Bravo H.C., Pop M. Differential abundance analysis for microbial marker-gene surveys // Nat Methods. 2013; Dec., 10 (12): 1200–1202. doi: 10.1038/nmeth.2658.

15. Giloteaux L., Goodrich J.K., Walters W.A., Levine S.M., Ley R.E., Hanson M.R. Reduced diversity and altered composition of the gut microbiome in individuals with myalgic encephalomyelitis/chronic fatigue syndrome // Microbiome. 2016; 4 (1): 1.

16. Wright E.K., Kamm M.A., Teo S.M., Inouye M., Wagner J., Kirkwood C.D. Recent advances in characterizing the gastrointestinal microbiome in Crohn’s disease: a systematic review // Inflamm Bowel Dis. 2015; Jun., 2 1(6): 1219–1228. doi: 10.1097/MIB.0000000000000382.

17. Lozupone C.A., Stombaugh J.I., Gordon J.I., Jansson J.K., Knight R. Diversity, stability and resilience of the human gut microbiota // Nature. 2012; Sep., 13, 489 (7415): 220–230. doi: 10.1038/nature11550

18. Jeraldo P., Hernandez A., Nielsen H.B., Chen X., White B.A., Goldenfeld N., Nelson H., Alhquist D., Boardman L., Chia N. Capturing One of the Human Gut Microbiome’s Most Wanted: Reconstructing the Genome of a Novel Butyrate-Producing, Clostridial Scavenger from Metagenomic Sequence Data // Front Microbiol. 2016; May, 26 (7): 783. doi: 10.3389/fmicb.2016.00783.

19. Rivière A., Selak M., Lantin D., Leroy F., De Vuyst L. Bifidobacteria and Butyrate-Producing Colon Bacteria: Importance and Strategies for Their Stimulation in the Human Gut // Front Microbiol. 2016; Jun, 28 (7): 979. doi: 10.3389/fmicb.2016.00979.

20. Takada T., Kurakawa T., Tsuji H., Nomoto K. Fusicatenibacter saccharivorans gen. nov., sp. nov., isolated from human faeces. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2013; Oct., 63 (10): 3691–3696. doi: 10.1099/ijs.0.045823-0.

21. Sleat R., Mah R.A. Clostridiurn populeti sp. nov., a Cellulolytic Species from a Woody-Biomass Digestor. // International Journal of systematic bacteriology. Apr. 1985; 35 (2): 160–163.

22. Kverka M., Zakostelska Z., Klimesova K., Sokol D., Hudcovic T., Hrncir T., Rossmann P., Mrazek J., Kopecny J., Verdu E.F., Tlaskalova-Hogenova H. Oral administration of Parabacteroides distasonis antigens attenuates experimental murine colitis through modulation of immunity and microbiota composition // Clin. Exp. Immunol. 2011 Feb; 163 (2): 250–259. doi: 10.1111/j.1365-2249.2010.04286.x.

23. Bui T.P., Ritari J., Boeren S., de Waard P., Plugge C.M., de Vos W.M. Production of butyrate from lysine and the Amadori product fructoselysine by a human gut commensal // Nat. Commun. 2015; Dec., 1, 6: 10062.

24. Jangi S. et al. Alterations of the human gut microbiome in multiple sclerosis // Nat. Commun. 7:12015. doi: 10.1038/ncomms12015 (2016).

25. Stock I., Sherwood K.J., Wiedemann B. Antimicrobial susceptibility patterns, beta-lactamases, and biochemical identification of Yokenella regensburgei strains. // Diagn. Microbiol. Infect. Dis. 2004; Jan., 48 (1): 5–15.

26. Hong H., Kim B.S., Im H.I. Pathophysiological role of neuroinflammation in neurodegenerative diseases and psychiatric disorders. // Int. Neurourol. J. 2016; May, 20 (1): 2–7. doi: 10.5213/inj.1632604.302.

27. Gerritsen J., Fuentes S., Grievink W., van Niftrik L., Tindall B.J., Timmerman H.M., Rijkers G.T., Smidt H. Characterization of Romboutsia ilealis gen. nov., sp. nov., isolated from the gastro-intestinal tract of a rat, and proposal for the reclassification of five closely related members of the genus Clostridium into the genera Romboutsia gen. nov., Intestinibacter gen. nov., Terrisporobacter gen. nov. and Asaccharospora gen. nov. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2014; May, 64 (5): 1600–1616. doi: 10.1099/ijs.0.059543-0.

28. Russell W.R., Duncan S.H., Scobbie L., Duncan G., Cantlay L., Calder A.G., Anderson S.E., Flint H.J. Major phenylpropanoid-derived metabolites in the human gut can arise from microbial fermentation of protein // Mol. Nutr. Food Res. 2013; Mar., 57 (3): 523–535. doi: 10.1002/mnfr.201200594.

29. Salopek-Sondi B., Piljac-Zegarac J., Magnus V., Kopjar N. Free radical-scavenging activity and DNA damaging potential of auxins IAA and 2-methyl-IAA evaluated in human neutrophils by the alkaline comet assay // J. Biochem. Mol. Toxicol. 2010; May–June, 24 (3): 165–173. doi: 10.1002/jbt.20323.

30. Dalmazzo L.F., Santana-Lemos B.A., Jácomo R.H., Garcia A.B., Rego E.M., da Fonseca L.M., Falcão R.P. Antibody-targeted horseradish peroxidase associated with indole-3-acetic acid induces apoptosis in vitro in hematological malignancies // Leuk. Res. 2011; May, 35 (5): 657–662. doi: 10.1016/j.leukres.2010.11.025.

31. Suzuki T., Yamaguchi H., Kikusato M., Matsuhashi T., Matsuo A., Sato T., Oba Y., Watanabe S., Minaki D., Saigusa D., Shimbo H., Mori N., Mishima E., Shima H., Akiyama Y., Takeuchi Y., Yuri A., Kikuchi K., Toyohara T., Suzuki C., Kohzuki M., Anzai J., Mano N., Kure S., Yanagisawa T., Tomioka Y., Toyomizu M., Ito S., Osaka H., Hayashi K., Abe T. Mitochonic acid 5 (MA-5), a derivative of the plant hormone indole-3-acetic acid, improves survival of fibroblasts from patients with mitochondrial diseases // Tohoku J. Exp. Med. 2015; 236 (3): 225–232. doi: 10.1620/tjem.236.225.

32. Lepeta K., Lourenco M.V., Schweitzer B.C., Martino Adami P.V., Banerjee P., Catuara-Solarz S., de La Fuente Revenga M., Guillem A.M., Haidar M., Ijomone O.M., Nadorp B., Qi L., Perera N.D., Refsgaard L.K., Reid K.M., Sabbar M., Sahoo A., Schaefer N., Sheean R.K., Suska A., Verma R., Vicidomini C., Wright D., Zhang X.D., Seidenbecher C. Synaptopathies: synaptic dysfunction in neurological disorders – A review from students to students. // J. Neurochem. 2016; Sep., 138 (6): 785–805. doi: 10.1111/jnc.13713.

33. Pequegnat B., Sagermann M., Valliani M., Toh M., Chow H., Allen-Vercoe E., Monteiro M.A. A vaccine and diagnostic target for Clostridiumbolteae, an autism-associated bacterium. // Vaccine. 2013; Jun, 10; 31 (26): 2787–2790. doi: 10.1016/j.vaccine.2013.04.018.

34. Kunze W.A., Mao Y.K., Wang B., Huizinga J.D., Ma X., Forsythe P., Bienenstock J. Lactobacillus reuteri enhances excitability of colonic AH neurons by inhibiting calcium-dependent potassium channel opening // J. Cell. Mol. Med. 2009; 13 (8B): 2261–2270.

35. Paillusson S., Clairembault T., Biraud M., Neunlist M., Derkinderen P. Activity-dependent secretion of alpha-synuclein by enteric neurons // J. Neurochem. 2013; 125: 512–517.

36. Chen Y., Palm F., Lesch K., Gerlach M., Moessner R., Sommer C. 5-hydroxyindolacetic acid (5-HIAA), a main metabolite of serotonin, is responsible for complete Freund’s adjuvant-induced thermal hyperalgesia in mice // Mol Pain. 2011; 7: 21.

37. Pfleiderer A., Lagier J.C., Armougom F., Robert C., Vialettes B., Raoult D. C ulturomics identified 11 new bacterial species from a single anorexia nervosa stool sample. // Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis. 2013; Nov., 32 (11): 1471–1481. doi: 10.1007/s10096-013-1900-2.

38. Goodrich J.K., Waters J.L., Poole A.C., Sutter J.L., Koren O., Blekhman R. et al. Human genetics shape the gut microbiome // Cell. 2014; Nov., 6, 159 (4): 789–799. doi: 10.1016/j.cell.2014.09.053.

39. Woting A., Blaut M. The Intestinal Microbiota in Metabolic Disease // Nutrients. 2016; Apr., 6, 8 (4): 202. doi: 10.3390/nu8040202.

40. Wang L., Li P., Tang Z., Yan X., Feng B. Structural modulation of the gut microbiota and the relationship with body weight: compared evaluation of liraglutide and saxagliptin treatment. // Sci. Rep. 2016; Sep., 16, 6: 33251. doi: 10.1038/srep33251.

41. Akbar U., He Y., Dai Y., Hack N., Malaty I., McFarland N.R. et al. Weight loss and impact on quality of life in Parkinson’s disease// PLoS One. 2015; May, 4; 10 (5): e0124541. doi: 10.1371/journal.pone.0124541