Молекулярные механизмы оогенеза

 Обзор литературы посвящен молекулярным механизмам оогенеза и истощения овариального резерва. Одним из аспектов данного процесса является постоянно  изменяющаяся среда яичников, как во время внутриутробной закладки, так и постнатальном периоде.  Описаны многочисленные механизмы и факторы, влияющие на внутреннюю среду женской гонады, такие как SCF,  регулирующий миграцию первичных половых клеток и выживание ранних ооцитов; инсулиноподобный фактор  роста I и фактор ингибирования лейкоцитов. Показана  возможность эндокринной системы, а именно половых  стероидов, которые способны как пополнять количество половых клеток, так и истощать овариальный запас через экспрессию апоптозных маркеров. Апоптоз вызывает дегенерацию большей части образующихся в процессе оогенеза половых клеток. Молекулярные механизмы, факторы, участвующие в данном процессе, многочисленны.
Описаны собственные, опосредованные митохондриями  половых клеток и внешние, опосредованные рецепторами клеточной поверхности пути. Установлен посредник между двумя апоптозными путями – белок Bid, активация которого запускает механизм клеточной смерти  внутрифолликулярного микроокружения. Определены и  некоторые другие факторы, опосредующие  запрограммированную гибель половых клеток и, как следствие, приводящие к сокращению овариального  резерва: фактор элонгации киназа-2, гены PUMA и NOXA, отсутствие факторов роста и членов факторов некроза  опухоли. Изменения в эпигенетической модификации  хроматина в клетках гранулезы и половых клетках,  окислительный стресс, снижение репаративной способности ДНК и связанное с этим процессом участие генов репарации BRAC1, RAD51, ERCC2 и H2AX также могут повлиять на репродуктивное здоровье и фолликулярный  запас. Особо следует отметить значительную роль в истощении запаса половых клеток митохондриальной  дисфункции клеток гранулезы, что приводит к нарушению компетентности ооцитов, ухудшает качество гамет и  истощает овариальный резерв. Следовательно, оогенез зависит от огромного количества факторов и внутренней среды яичников, владение которыми способно сохранить  стабильность репродуктивной функции и качество овариального резерва. 

1. Денисенко М.В., Курцер М.А., Курило Л.Ф. Динамика формирования фолликулярного резерва яичников. Андрология и генитальная хирургия. 2016; 17: 20–28. DOI: 10.17650/2070-9781-2016-17-2-20-28.

2. Зенкина В.Г. Формирование фолликулярного резерва яичников. Бюллетень сибирской медицины. 2018; 17 (3): 197–206. DOI: 10.20538/1682-0363-2018-3-197–206.

3. Зенкина В.Г., Солодкова О.А. Молекулярно- генетические механизмы организации и развития яичника. Бюллетень сибирской медицины. 2018; 17 (2): 133–142. DOI: 10.20538/1682-0363-2018-2-133–142.

4. Турдыбекова Я.Г. Фолликулогенез и фолликулярный запас яичника в норме и патологии: аспекты (этапы) клинико-морфологического изучения. Вестник КазНМУ. 2019; 1: 41–45.

5. Hsueh A.J.W., Kawamura K., Cheng Y., Fauser B.C.J.M. Intraovarian control of early folliculogenesis. Endocr. Rev. 2015; 36 (1): 1–24. DOI: 10.1210/er.2014-1020.

6. Sato E., Kimura N., Yokoo M., Miyake Y., Ikeda J.E. Morphodynamics of ovarian follicles during oogenesis in mice. Microsc. Res. and Techn. 2006; 69 (6): 427–435. DOI: 10.1002/jemt.20302.

7. Pan B., Li J. The art of oocyte meiotic arrest regulation. Reprod. Biol. Endocrinol. 2019; 17 (1): 8. DOI: 10.1186/s12958-018-0445-8.

8. Fulton N., Martins da Silva S.J., Bayne R.A.L., Anderson R.A. Germ cell proliferation and apoptosis in the developing human ovary. J. Clin. Endocrinol. Metab. 2005; 90: 4664–4670.

9. Moniruzaman M., Sakamaki K., Akazawa Y., Miyano T. Oocyte growth and follicular development in KIT-deficient Fas-knockout mice. Reproduction. 2007; 133: 117–125. DOI: 10.1530/REP-06-0161.

10. Hansen K.R., Hodnett G.M., Knowlton N., Craig LB. Correlation of ovarian reserve tests with histologically determined primordial follicle number. Fertil Steril. 2011; 95: 170–175 DOI: 10.1016/j.fertnstert.2010.04.006.

11. Thuwanut P., Comizzoli P., Wildt D.E., Keefer C.L., Songsasen N. Stem cell factor promotes in vitro ovarian follicle development in the domestic cat by upregulating c-kit mRNA expression and stimulating the phosphatidylinositol 3-kinase/AKT pathway. Reprod. Fertil. Dev. 2017; 29 (7): 1356–1368. DOI: 10.1071/RD16071.

12. Nilsson E., Detzel C., Skinner M. Platelet-derived growth factor modulates the primordial to primary follicle transition. Reproduction. 2006; 6: 1007–1015. DOI: 10.1530/rep.1.00978.

13. Greenfeld C.R., Roby K.F., Pepling M.E., Babus J.K., Terranova P.F., Flaws J.A. Tumor necrosis factor (TNF) receptor type 2 is an important mediator of TNF alpha function in the mouse ovary. Biol. Reprod. 2007; 76: 224–231. DOI: 10.1095/biolreprod.106.055509.

14. Monget P., Bobe J., Gougeon A., Fabre S., Monniaux D., Dalbies-Tran R. The ovarian reserve in mammals: a functional and evolutionary perspective. Mol. Cell Endocrinol. 2012; 356 (1-2): 2–12. DOI: 10.1016/j.mce.2011.07.046.

15. Rimon-Dahari N., Yerushalmi-Heinemann L., Alyagor L., Dekel N. Ovarian folliculogenesis. Results Probl. Cell Differ. 2016; 58: 167–190. DOI: 10.1007/978-3-319-31973-5_7.

16. Wear H.M., McPike M.J., Watanabe K.H. From primordial germ cells to primordial follicles: a review and visual representation of early ovarian development in mice. J. Ovarian Res. 2016; 9: 36. DOI: 10.1186/s13048-016-0246-7.

17. Dutta S., Mark-Kappeler C.J., Hoyer P.B., Pepling M.E. The steroid hormone environment during primordial follicle formation in perinatal mouse ovaries. Biol. Reprod. 2014; 91 (3): 68. DOI: 10.1095/biolreprod.114.119214.

18. Ghafari F., Gutierrez C.G., Hartshorne G.M. Apoptosis in mouse fetal and neonatal oocytes during meiotic prophase one. BMC Dev. Biol. 2007; 7: 87. DOI: 10.1186/1471-213X-7-87.

19. Wu X., Fu Y., Sun X., Liu C., Chai M., Chen C., Dai L., Gao Y., Jiang H., Zhang J. The possible FAT1-mediated apoptotic pathways in porcine cumulus cells. Cell Biol. Int. 2017; 41 (1): 24–32. DOI: 10.1002/cbin.10695.

20. Childs A.J., Kinnell H.L., He J., Anderson R.A. LIN28 is selectively expressed by primordial and pre-meiotic germ cells in the human fetal ovary. Stem Cells Dev. 2012; 21 (13): 2343–2349. DOI: 10.1089/scd.2011.0730.

21. Hartshorne G.M., Lyrakou S., Hamoda H., Oloto E., Ghafari F. Oogenesis and cell death in human prenatal ovaries: what are the criteria for oocyte selection? Mol. Hum. Reprod. 2009; 15 (12): 805–819. DOI: 10.1093/molehr/gap055.

22. DeFelici M., Lobascio A.M., Klinger F.G. Cell death in fetal oocytes: many players for multiple pathways. Autophagy. 2008; 4: 240–242. DOI: 10.4161/auto.5410.

23. Gkountela S., Li Z., Vincent J.J., Zhang K.X., Chen A., Pellegrini M., Clark A.T. The ontogeny of cKIT+ human primordial germ cells proves to be a resource for human germ line reprogramming, imprint erasure and in vitro differentiation. Nat. Cell Biol. 2013; 15 (1): 113–122. DOI: 10.1038/ncb2638.

24. Fabbri R., Zamboni C., Vicenti R., Macciocca M., Paradisi R., Seracchioli R. Update on oogenesis in vitro. Minerva Ginecol. 2018; 70 (5): 588–608. DOI: 10.23736/S0026-4784.18.04273-9.

25. Зенкина В.Г., Каредина В.С., Солодкова О.А., Слуцкая Т.Н., Юферева А.Л. Морфология яичников андрогенизированных крыс на фоне приема экстракта из кукумарии. Тихоокеанский медицинский журнал. 2007; 4: 70–72.

26. Banerjee S., Banerjee S., Saraswat G., Bandyopadhyay S.A., Kabir S.N. Female reproductive aging is master-planned at the level of ovary. PLoS One. 2014; 9 (5): e96210. DOI: 10.1371/journal.pone.0096210.

27. Зенкина В.Г. Факторы ангиогенеза при развитии физиологических и патологических процессов женской гонады. Бюллетень сибирской медицины. 2016; 15 (4): 111–119. DOI: 10.20538/1682-0363-2016-4-111–119.

28. Tiwari M., Prasad S., Tripathi A., Pandey A.N., Ali I., Singh A.K., Shrivastav T.G., Chaube S.K. Apoptosis in mammalian oocytes: a review. Apoptosis. 2015; 20 (8): 1019–1025. DOI: 10.1007/s10495-015-1136-y.

29. Gartner A., Boag P.R., Blackwell T.K. Germline survival and apoptosis. WormBook. 2008; 4: 1–20. DOI: 10.1895/wormbook.1.145.1.

30. Klinger F.G., Rossi V., De Felici M. Multifaceted programmed cell death in the mammalian fetal ovary. Int. J. Dev. Biol. 2015; 59 (1-3): 51–54. DOI: 10.1387/ijdb.150063fk.

31. Linkermann A., Green D.R. Necroptosis. N. Engl. J. Med. 2014; 370 (5): 455–465. DOI: 10.1056/NEJMra1310050.

32. Rodrigues P., Limback D., McGinnis L.K., Plancha C.E., Albertini D.F. Multiple mechanisms of germ cell loss in the perinatal mouse ovary. Reproduction. 2009; 137: 709–720. DOI: 10.1530/REP-08-0203.

33. Gawriluk T.R., Hale A.N., Flaws J.A., Dillon C.P., Green D.R., Rucker E.B. Ankophagy is a cell survival program for female germ cells in the murine ovary. Reproduction. 2011; 141 (6): 759–765. DOI: 10.1530/REP-10-0489.

34. Kimura T., Kaga Y., Sekita Y., Fujikawa K., Nakatani T., Odamoto M., Funaki S., Ikawa M., Abe K., Nakano T. Pluripotent stem cells derived from mouse primordial germ cells by small molecule compounds. Stem Cells. 2015; 33 (1): 45–55. DOI: 10.1002/stem.1838.

35. Tingen C., Kim A., Woodruff T.K. The primordial pool of follicles and nest breakdown in mammalian ovaries. Mol. Hum. Reprod. 2009; 15 (12): 795–803. DOI: 10.1093/molehr/gap073.

36. Lin J., Chen F., Sun M.J., Zhu J., Li Y.W., Pan L.Z., Zhang J., Tan J.H. The relationship between apoptosis, chromatin configuration, histone modification and competence of oocytes: A study using the mouse ovary-holding stress model. Sci. Rep. 2016; 6: 28347. DOI: 10.1038/srep28347.

37. Seidler E.A., Moley K.H. Metabolic determinants of mitochondrial function in oocytes. Semin. Reprod. Med. 2015; 33 (6): 396–400. DOI: 10.1055/s-0035-1567822.

38. Boucret L., Chao de la Barca J.M., Morinière C., Desquiret V., Ferré-L’Hôtellier V., Descamps P., Marcaillou C, Reynier P., Procaccio V., May-Panloup P. Relationship between diminished ovarian reserve and mitochondrial biogenesis in cumulus cells. Hum. Reprod. 2015; 30 (7): 1653–1664. DOI: 10.1093/humrep/dev114.

39. Wang C., Zhou B., Xia G. Mechanisms controlling germline cyst breakdown and primordial follicle formation. Cell Mol. Life Sci. 2017; 74 (14): 2547–2566. DOI: 10.1007/s00018-017-2480-6.

40. Zhang J.Q., Gao B.W., Wang J., Ren Q.L., Chen J.F., Ma Q., Zhang Z.J., Xing B.S. Critical role of foxo1 in granulosa cell apoptosis caused by oxidative stress and protective effects of grape seed procyanidin B2. Oxid. Med. Cell Longev. 2016; 2016: 6147345. DOI: 10.1155/2016/6147345.

41. Chu H.P., Liao Y., Novak J.S., Hu Z., Merkin J.J., Shymkiv Y., Braeckman B.P., Dorovkov M.V., Nguyen A., Clifford P.M., Nagele R.G., Harrison D.E., Ellis R.E., Ryazanov A.G. Germline quality control: eFK2K stands guard to eliminate defective oocytes. Dev. Cell. 2014; 28: 561–572. DOI: 10.1016/j.devcel.2014.01.027.

42. Hutt K.J. The role of BH3-only proteins in apoptosis within the ovary. Reproduction. 2015; 149 (2): R81–R89. DOI: 10.1530/REP-14-0422.

43. Myers M., Morgan F.H., Liew S.H., Zerafa N., Gamage T.U., Sarraj M., Cook M., Kapic I., Sutherland A., Scott C.L., Strasser A., Findlay J.K., Kerr J.B., Hutt K.J. PUMA regulates germ cell loss and primordial follicle endowment in mice. Reproduction. 2014; 148 (2): 211–219. DOI: 10.1530/REP-13-0666.

44. Omari S., Waters M., Naranian T., Kim K., Perumalsamy A.L., Chi M., Greenblatt E., Moley K.H., Opferman J.T., Jurisicova A. Mcl-1 is a key regulator of the ovarian reserve. Cell Death Dis. 2015; 6 (5): e1755. DOI: 10.1038/cddis.2015.95.

45. Kerr J.B., Hutt K.J., Michalak E.M., Cook M., Vandenberg C.J., Liew S.H., Bouillet P., Mills A., Scott C.L., Findlay J.K., Strasser A. et al. DNA damage-induced primordial follicle oocyte apoptosis and loss of fertility require Tap63-mediated maturation of Puma and Noxa. Mol. Cell. 2012; 48 (3): 343–352. DOI: 10.1016/j.molcel.2012.08.017.

46. Sui X.X., Luo L.L., Xu J.J., Fu Y.C. Evidence that FOXO3 is involved in oocyte apoptosis in the neonatal rat ovary. Biochem Cell Biol. 2010; 88 (4): 621–628. DOI: 10.1139/O10-001.

47. Cui L.L., Yang G., Pan J., Zhang C. Tumor necrosis factor alpha knockout increases fertility of mice. Theriogenology. 2011; 75 (5): 867–876. DOI: 10.1016/j.theriogenology.2010.10.029.

48. Jung D., Kee K. insights into female germ cell biology: from in vivo development to in vitro derivations. Asian J. Androl. 2015; 17 (3): 415–420. DOI: 10.4103/1008-682X.148077.

49. Govindaraj V., Rao A.J. Comparative proteomic analysis of primordial follicles from ovaries of immature and aged rats. Syst. Biol. Reprod. Med. 2015; 61 (6): 367–375. DOI: 10.3109/19396368.

50. May-Panloup P., Boucret L., Chao de la Barca J.M., Desquiret-Dumas V., Ferré-L’Hotellier V., Morinière C., Descamps P., Procaccio V., Reynier P. Ovarian ageing: the role of mitochondria in oocytes and follicles. Hum. Reprod. Update. 2016; 22 (6): 725–743. DOI: 10.1093/humupd/dmw028.