Остеогенный потенциал мезенхимальных стволовых клеток эпикардиальной жировой ткани у пациентов с ишемической болезнью сердца

Цель. На основе получения профиля генов – маркеров остеогенеза – оценить остеогенный потенциал мезенхимальных стволовых клеток (МСК) эпикардиальной жировой ткани (ЭЖТ) у пациентов со стабильной ишемической болезнью сердца.
Материалы и методы. В МСК ЭЖТ методом полимеразной цепной реакции (ПЦР) в реальном времени определяли уровни экспрессии генов RUNX2 (ген, кодирующий транскрипционный фактор RUNX), BGLAP (ген, кодирующий остеокальцин ОСN), SPP1 (ген, кодирующий остеопонтин OPN), SP7 (ген, кодирующий Osterix). С помощью иммунофлуоресцентного окрашивания в супернатанте культивируемых МСК определяли количество белка RUNX2, ОСN, OPN и Osterix.
Результаты. Установлено, что экспрессия RUNX2 в клетках, культивированных в среде с остеоиндукторами, была в 1,88 раза выше, чем в недифференцированных МСК (р = 0,012). Уровень белка RUNX также был выше в дифференцированной культуре клеток (р < 0,05). Аналогичные результаты были получены в отношении уровня экспрессии мРНК SPP1 (р = 0,012). Экспрессия BGLAP не отличалась в дифференцированных и недифференцированных культурах МСК так же, как уровень экспрессии гена SP7 в клетках с остеобластной средой и без нее. Стоит отметить, что методом иммунофлуоресцентной окраски нами не выявлено различий в экспрессии Osterix и ОСN между культурами дифференцированных и недифференцированных клеток.
Заключение. МСК ЭЖТ имеют остеогенный потенциал, что проявилось экспрессией генов остеогенеза как дифференцированных, так и недифференцированных МСК. Увеличение уровня экспрессии мРНК SSP1 и RUNX2 на 15-е сут культивирования с остеобластной средой свидетельствует о том, что изучаемые нами клетки являются преостеобластами и находятся на стадии синтеза внеклеточного матрикса.

1. Майоров Г.Б., Курбанов С.К., Власова Э.Е., Галяутдинов Д.М., Васильев В.П., Ширяев А.А. и др. Проблема кальциноза при коронарной болезни сердца: вопросы диагностики, прогноза и выбора лечения. Кардиологический вестник. 2018;13(4):4–10. DOI: 10.17116/Cardiobulletin2018130414.

2. Костина Д.А., Успенский В.Е., Семенова Д.С. Mолекулярные механизмы сосудистой кальцификации. Трансляционная медицина. 2020;7(1):6–21. DOI: 10.18705/2311-4495-2020-7-1-6-21.

3. Xie C., Ouyang L., Chen J., Zhang H., Luo P., Wang J. et al. The emerging role of mesenchymal stem cells in vascular calcification. Stem Cells International. 2019:2875189. DOI: 10.1155/2019/2875189.

4. Leszczynska A., Murphy J.M. Vascular calcification: Is it rather a stem/progenitor cells driven phenomenon? Front. Bioeng. Biotechnol. 2018;6:10. DOI: 10.3389/fbioe.2018.00010.

5. Krawczenko A., Klimczak A. Adipose tissue-derived mesenchymal stem/stromal cells and their contribution to angiogenic processes in tissue regeneration. International Journal of Molecular Sciences. 2022;23(5):2425. DOI: 10.3390/ijms23052425.

6. Нимирицкий П., Сагарадзе Г.Д., Ефименко А.Ю. Ниша стволовой клетки. Цитология. 2018;60(8):575–586. DOI: 10.31116/tsitol.2018.08.01.

7. Ozkaynak B., Şahin I., Ozenc E., Subasi C., Oran D.S., Totoz T. et al. Mesenchymal stem cells derived from epicardial adipose tissue reverse cardiac remodeling in a rabbit model of myocardial infarction. European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 2021;25(12):4372–4384. DOI: 10.26355/eurrev_202106_26147.

8. Lambert C., Arderiu G., Bejar M.T. et al. Stem cells from human cardiac adipose tissue depots show different gene expression and functional capacities. Stem Cell Research & Therapy. 2019;10(1):361. DOI: 10.1186/s13287-019-1460-1.

9. Malashicheva A., Irtyuga O., Kostina A., Ignatieva E., Zhiduleva E., Semenova D. et al. Osteogenic potential of adipose mesenchymal stem cells is not correlated with aortic valve calcification. Biological Communications. 2018;63(2):117–122.

10. Kostina A., Lobov A., Semenova D., Kiselev A., Klausen P., Malashicheva A. Context-specific osteogenic potential of mesenchymal stem cells. Biomedicines. 2021;9(6):673. DOI: 10.3390/biomedicines9060673.

11. Bourin P., Bunnell B. A., Casteilla L., Dominici M. et al. Stromal cells from the adipose tissue-derived stromal vascular fraction and culture expanded adipose tissue-derived stromal/stem cells: a joint statement of the International Federation for Adipose Therapeutics and Science (IFATS) and the international So. Cytotherapy. 2013;15(6):641–648. DOI: 0.1016/j.jcyt.2013.02.006.

12. Fadini G.P., Rattazzi M., Matsumoto T., Asahara T., Khosla S. Emerging role of circulating calcifying cells in the bone-vascular axis. Circulation. 2012;125(22):2772–2781. DOI: 10.1161/CIRCULATIONAHA.112.090860.

13. Соловьев В.А., Шинкаренко Т.В. Происхождение, дифференцировка и морфофункциональная характеристика клеток костной ткани. Верхневолжский медицинский журнал. 2011;9(3):49–54.

14. Zhou P., Shi J.M., Song J.E., Han Y., Li H.J., Song Y.M. et al. Establishing a deeper understanding of the osteogenic differentiation of monolayer cultured human pluripotent stem cells using novel and detailed analyses. Stem Cell Res. Ther. 2021;12(1):41. DOI: 10.1186/s13287-020-02085-9.

15. Xu J., Li Z., Hou Y., Fang W. Potential mechanisms underlying the Runx2 induced osteogenesis of bone marrow mesenchymal stem cells. American Journal of Translational Research. 2015;7(12):252–235.

16. Komori T. Regulation of proliferation, differentiation and functions of osteoblasts by runx2. International Journal of Molecular Sciences. 2019;20(7):1694. DOI: 10.3390/ijms20071694.

17. Zhou P., Shi J.M., Song J.E. Establishing a deeper understanding of the osteogenic differentiation of monolayer cultured human pluripotent stem cells using novel and detailed analyses. Stem Cell Research & Therapy. 2021;21(12):41. DOI: 10.1186/s13287-020-02085-9.

18. Rashid H., Ma C., Chen H., Wang H., Hassan M.Q. et al. Sp7 and Runx2 molecular complex synergistically regulate expression of target genes. Connect Tissue Research. 2014;55(1):83–87. DOI: 10.3109/03008207.2014.923872.

19. Kawane T., Komori H., Liu W., Moriishi T., Miyazaki T., Mori M. et al. Dlx5 and mef2 regulate a novel runx2 enhancer for osteoblast-specific expression. Journal of Bone and Mineral Research. 2014:29(9):1960–1969. DOI: 10.1002/jbmr.2240.

20. Sinha K.M., Zhou X. Genetic and molecular control of osterix in skeletal formation. Journal of Cellular Biochemistry. 2013;114(5):975–984. DOI: 10.1002/jcb.24439.

21. Pokrovskaya L.A., Nadezhdin S.V., Zubareva E.V., Burda Y.E., Gnezdyukova E.S. Expression of RUNX2 and osterix in rat mesenchymal stem cells during culturing in osteogenic-conditioned medium. Bulletin of Experimental Biology and Medicine. 2020;169(4):571–575. DOI: 10.1007/s10517-020-04931-5.

22. Si J., Wang C., Zhang D., Wang B., Zhou Y. Osteopontin in bone metabolism and bone diseases. Medical Science Monitor. 2020;26:e919159. DOI: 10.12659/MSM.919159.

23. Zoch M.L., Clemens T.L., Riddle R.C. New insights into the biology of osteocalcin. Bone. 2016;82:42–49. DOI: 10.1016/j.bone.2015.05.046.